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Jun 05, 2023

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Scientific Reports volumen 13, Número de artículo: 12301 (2023) Citar este artículo 1267 Accesos 1 Altmetric Metrics detalles El esmalte dental es un peculiar tejido biológico desprovisto de capacidad de autorrenovación

Scientific Reports volumen 13, número de artículo: 12301 (2023) Citar este artículo

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El esmalte dental es un tejido biológico peculiar que carece de capacidad de autorrenovación a diferencia del hueso. Por tanto, un conocimiento profundo de la composición del esmalte es esencial para desarrollar nuevas estrategias para la reparación del esmalte dental. Si bien el mineral que se encuentra en el hueso y el esmalte dental generalmente se considera el equivalente producido biológicamente de la hidroxi(l)apatita, la formación de estas bioapatitas está controlada por diferentes estructuras de matriz orgánica, principalmente colágeno tipo I en el hueso y amelogenina en el esmalte. En los vertebrados inferiores, como los roedores, se producen dos tipos distintos de esmalte. El esmalte pigmentado que contiene hierro protege los dientes incisivos en continuo crecimiento, mientras que el esmalte no pigmentado rico en magnesio cubre los molares. Utilizando espectroscopia Raman de alta resolución, microscopía electrónica de barrido y espectroscopia de rayos X de dispersión de energía, este trabajo explora las diferencias en el contenido de fosfato ácido (HPO42-), carbonato (CO32-), hidroxilo (OH-), hierro y magnesio de esmalte incisivo pigmentado y esmalte molar no pigmentado de ratas Sprague Dawley. Los haces de nanocables de hidroxi(l)apatita comprenden los prismas del esmalte, donde los prismas del esmalte pigmentado son más anchos y largos que los de los molares no pigmentados. A diferencia del esmalte no pigmentado rico en magnesio, una mayor cristalinidad mineral y niveles más altos de HPO42- y OH- son características distintivas del esmalte pigmentado rico en hierro. Además, la aparente ausencia de óxidos u oxi(hidróxidos) de hierro indica que el hierro se introduce en la red de apatita a expensas del calcio, aunque en cantidades que no alteran las firmas Raman de los modos internos de PO43-. Las idiosincrasias compositivas del esmalte pigmentado rico en hierro y del esmalte nominalmente libre de hierro no pigmentado ofrecen nuevos conocimientos sobre la biomineralización del esmalte que respaldan la idea de que, en los roedores, la función del ameloblasto difiere significativamente entre los incisivos y los molares.

El esmalte dental es posiblemente el tejido biológico más duro y resistente1. A pesar de las extraordinarias propiedades mecánicas que permiten resistir la fatiga y el desgaste, el esmalte dental tiene una capacidad limitada de autorreparación o renovación, a diferencia del hueso2. Aunque se consideran análogos de la hidroxi(l)apatita [Ca5(PO4)3OH] producidos biológicamente, las apatitas del hueso y el esmalte dental son notablemente diferentes3. En el esmalte, a través del autoensamblaje supramolecular dependiente del pH, una proteína llamada amelogenina desempeña un papel clave en la guía del crecimiento alargado y altamente orientado de la apatita en el esmalte4,5. Como consecuencia directa de los gradientes químicos, la distinta estructura núcleo-cubierta y las tensiones residuales que surgen de esta manera impactan significativamente el comportamiento de disolución de los cristalitos del esmalte humano6. En los roedores, los dientes incisivos en continuo crecimiento7 están protegidos por esmalte pigmentado que contiene Fe, mientras que los molares están cubiertos por esmalte no pigmentado rico en Mg8.

La espectroscopia Raman puede distinguir entre diferentes tejidos biológicos mineralizados, incluidos el esmalte, la dentina, el cemento y el hueso, y revelar información vital sobre los procesos biológicos que sustentan su formación y ensamblaje9. Ciertos aspectos de la composición mineral, por ejemplo, la incorporación de iones carbonato (CO32-), proporcionan información sobre las vías de formación de bioapatita10. El grado de carbonatación (es decir, contenido de CO32−), en última instancia, afecta el orden de largo alcance o la cristalinidad del mineral11. Además, factores como el pH local influyen en la disponibilidad y la incorporación de fosfato ácido (HPO42-) en la red de apatita, es decir, se introduce mayor HPO42- en condiciones ácidas12. En la biopelícula dental mineralizada se encuentran con frecuencia fases que contienen HPO42-, como el fosfato octacálcico13. Y aunque se cree que el esmalte humano y bovino contiene aproximadamente un 5% en peso de HPO42-14, los estudios Raman de dientes premolares humanos no han podido detectar ambientes no apatiticos15,16.

La caracterización química y estructural de tejidos biológicos mediante espectroscopia Raman a menudo está plagada de autofluorescencia intrínseca17. Este proceso se origina a partir de varios restos orgánicos18, pero puede suprimirse mediante métodos como la desproteinización con hipoclorito de sodio (NaOCl)19. Este trabajo utiliza espectroscopía Raman de alta resolución junto con microscopía electrónica de barrido (SEM) y espectroscopia de rayos X de dispersión de energía (EDX) para sondear las principales diferencias de composición (particularmente los entornos HPO42-, CO32- y OH-) entre dos tipos distintos. del esmalte: esmalte incisivo pigmentado (PIE) y esmalte molar no pigmentado (UME) en la rata (Rattus norvegicus), con y sin desproteinización. Además, los espectros Raman se comparan con hidroxi(l)apatitas geológicas de la base de datos RRUFF™20, como la bien caracterizada y altamente cristalina hidroxi(l)apatita de Holly Springs21,22, que son materiales de referencia típicos en estudios cristalográficos de calcio biogénico. fosfatos23.

Las principales líneas de emisión de rayos X Ca Kα (3,692 keV), Ca Kβ (4,013 keV), P Kα (2,014 keV), Fe Kα (6,403 keV), Fe Kβ (7,058 keV), Fe Lα (0,705 keV) y Mg Kα (1.254 keV) confirmó las diferencias en la relación Ca/P, contenido de Fe y contenido de Mg entre PIE y UME. La relación Ca/P de la UME (1,30 ± 0,02 % at.) es mayor (p < 0,05) que la del PIE (1,19 ± 0,01 % at.). De manera similar, la relación Mg/Ca de la UME (0,011 ± 0,001 % at.) es mayor (p < 0,05) que la del PIE (0,002 ± 0,001 % at.). Mientras que el contenido de Fe (relación Fe/Ca) de la UME es insignificante, el PIE muestra un enriquecimiento significativo de Fe (~ 0,15 ± 0,01 at.%), lo que resulta en una mayor relación (Ca + Mg + Fe)/P (~ 4,2 ± 0,9 at.). .%), indicando la incorporación de hierro a expensas del calcio (Fig. 1). También se detectan pequeñas cantidades de Cl, lo que puede ocurrir por sustitución parcial de OH-24. La microscopía electrónica de barrido (SEM) de la superficie del esmalte revela que el UME es liso mientras que el PIE es granulado en comparación. UME graba homogéneamente con ácido ortofosfórico (H3PO4), pero PIE es levemente resistente al ataque ácido, como se evidencia en las islas de una capa superficial no eliminada por completo. Cuando se visualizan después del grabado con ácido, los haces de nanocables de hidroxi(l)apatita comprenden los prismas del esmalte, donde los prismas PIE son más anchos y largos que los prismas UME.

Composición elemental y microestructura. (A) PIE es rico en Fe mientras que UME es rico en Mg (EDX). Los espectros están normalizados al pico Ca Kα (a ~ 3,692 keV). (B – I) La superficie de PIE es granulada (B) y la superficie de UME es lisa (F). Insertos: respectivos aumentos inferiores (barras de escala = 25 µm). Prismas de esmalte en PIE (C – E) y UME (G – I) después del grabado con H3PO4. BSE = Modo de electrones retrodispersados. SE = Modo electrón secundario. Barras de escala en (B), (C), (F) y (G) a 10 m, (D) y (H) a 5 m, (E) y (I) a 2 m.

Se adquirieron espectros Raman de alta resolución en el rango de números de onda de 350 a 1100 cm-1 utilizando la rejilla de 2400 g mm-1. En el esmalte y el hueso mandibular, los principales dominios Raman son \(\nu\)2 PO43− (curvatura simétrica) a 370–490 cm−1, \(\nu\)4 PO43− (curvatura asimétrica) a 545–635 cm −1, \(\nu\)1 PO43− (estiramiento simétrico) en 960 cm−1, y \(\nu\)3 PO43− (estiramiento asimétrico) en 1015–1095 cm−125. Estimada a partir de la diferencia en la señal de fondo en el rango espectral de 350 a 1100 cm-1, la UME genera una fluorescencia 381 ± 18 % mayor que la PIE, que disminuye a 262 ± 9 % después de la desproteinización (Fig. 2). Normalizada a la banda \(\nu\)2 PO43− 26, insensible a la polarización, la banda \(\nu\)1 PO43− (~ 960 cm−1) del esmalte es sustancialmente más fuerte que el hueso.

Fluorescencia de fondo e intensidad de \(\upnu\)1 PO43−. (A) La UME genera una fluorescencia más fuerte que la PIE, tanto antes (NaOCl-) como después (NaOCl+) de la desproteinización. Espectros no procesados ​​sin resta de línea base ni eliminación de rayos cósmicos (espectros Raman promediados). Las líneas discontinuas indican el perfil de fluorescencia de fondo. (B) Espectros normalizados y corregidos de referencia. (C) \(\upnu\)1 PO43− banda.

La banda \(\nu\)2 PO43− consta de subcomponentes en 428 cm−1 y 450 cm−1, de los cuales el subcomponente de 428 cm−1 tiende a ser más fuerte en esmalte cariado15 e hidroxi(l) sintético. apatita27 (Fig. 3). Las proporciones 428/450 cm−1 de PIE (1,05 ± 0,12) y UME (0,95 ± 0,10) son cercanas a la unidad y comparables (p > 0,15). Tras la desproteinización, la proporción 428/450 cm-1 de UME (0,85 ± 0,05) muestra una disminución menor (p = 0,026) y también es menor (p = 0,013) que la de PIE después de la desproteinización (1,00 ± 0,11). El hueso también muestra una disminución de la proporción 428/450 cm-1 tras la desproteinización, de ~ 1,63 a ~ 1,58, y se pierde la matriz orgánica. PIE y UME muestran perfiles de banda \(\nu\) 4 PO43− comparables. Entre los subcomponentes de la banda \(\nu\)4 PO43− (580 cm−1, 590 cm−1 y 607 cm−1), el subcomponente de 580 cm−1 en el esmalte es el más fuerte, aunque significativamente más débil para el hueso y a menudo menos intenso que el subcomponente de 590 cm-1. Además, se observa un hombro a 621 cm−1 en el hueso solo antes de la desproteinización y, por lo tanto, se asigna a la matriz orgánica25.

HPO42−, CO32− y la matriz orgánica en PIE, UME y hueso. (A) \(\upnu\)2 PO43− banda. Recuadros: proporciones de 428/450 cm-1 antes (NaOCl-) y después (NaOCl+) de la desproteinización. (B) \(\upnu\)4 PO43− banda. (C) Bandas de HPO42-, prolina (a 853 cm-1) e hidroxiprolina (a 876 cm-1). (D) Bandas \(\upnu\)3 PO43−, \(\upnu\)1 HPO42−, \(\upnu\)1 CO32− y fenilalanina (a 1004 cm−1). Las características etiquetadas con a, b, d, e, f, g, l y m representan la matriz orgánica del hueso, c y h indican HPO42−, i y j se asignan como \(\upnu\)3 PO43−, y k es \(\upnu\)1 CO32−.

La cristalinidad mineral, es decir, el ancho total inverso a la mitad del máximo (FWHM) de la banda \(\nu\)1 PO43−, del esmalte es mayor que la del hueso (Fig. 4). Tras la desproteinización, el FWHM \(\nu\)1 PO43− de PIE (~ 11,65 cm−1) y UME (~ 12,5 cm−1) permanece sin cambios, mientras que el del hueso disminuye ~ 3,4% de 15,97 a 15,43 cm−1. . En comparación con PIE, la banda \(\nu\)1 PO43− de UME se desplaza a números de onda más bajos. Este cambio en la posición \(\nu\)1 PO43− (~ 0,31 ± 0,06 cm−1) se vuelve particularmente evidente después de la desproteinización (p = 0,0312). Las características amplias en ~ 878 cm-1 y 1000 cm-1 son atribuibles a los grupos HPO42- en el esmalte28. El contenido de HPO42− (relación 1000/960 cm−1) de UME es menor (p = 0,0312) que PIE. Los subcomponentes \(\nu\) 3 PO43− en ~ 1027 cm−1 y ~ 1046 cm−1 se observan consistentemente para el esmalte y el hueso. La banda \(\nu\)1 CO32− está centrada en ~ 1069 cm-1 para el esmalte y ~ 1071 cm-1 para el hueso. El contenido de CO32− (\(\nu\)1 CO32−/\(\nu\)1 PO43− relación de intensidad) del hueso es sustancialmente mayor que el del esmalte, aumentando de ~ 0,09 a ~ 0,12 tras la desproteinización. Además, el contenido de CO32− de la UME es mayor que el de PIE (p = 0,0312).

Diferencias compositivas entre PIE y UME. Cristalinidad mineral, posición del pico \(\upnu\)1 PO43−, contenido de HPO42− (1000/960 cm−1) y contenido de CO32− (1070/960 cm−1) de PIE y UME.

Se adquirieron espectros Raman de rango extendido en el rango de número de onda de 800 a 3700 cm-1 utilizando la rejilla de 1800 g mm-1 (Fig. 5). La región \(\nu\) OH− (3460–3660 cm−1) muestra una banda asimétrica. El contenido de OH−, tomado como la relación de área integral entre \(\nu\) OH− (~ 3573 cm−1) y \(\nu\)1 PO43− (930–990 cm−1), de PIE es ~ 148% mayor que la UME. La característica en ~ 3618 cm-1 se asigna como Ca(OH)2.

Contenido de hidroxl (OH-) en PIE y UME (rejilla de 1800 g mm-1). (A) Espectros normalizados y corregidos de referencia. (B) \(\upnu\) OH− a 3573 cm−1 y Ca(OH)2 a 3618 cm−1. (C) \(\upnu\) Contenido de OH− (3573/960 cm−1).

Los espectros Raman de esmalte y hueso se compararon con tres hidroxi(l)apatitas geológicas. Se observan similitudes notables entre el esmalte (PIE y UME) y la hidroxi(l)apatita de la mina Wessels (Provincia del Cabo Norte, Sudáfrica. RRUFF: R130713) (Fig. 6). Se observa una característica no identificada a ~ 853 cm-1 para R130713, mientras que los picos característicos para HPO42- a 878 cm-1 y 1000 cm-1 están ausentes. Por otro lado, la hidroxi(l)apatita de la mina Sapo (Minas Gerais, Brasil. RRUFF: R100225) y Holly Springs (Georgia, EE. UU.. RRUFF: R060180) se parecen más al hueso. Pequeñas cantidades de fosfato de calcio amorfo, indicado por un hombro a ~ 950 cm-129, están presentes en todas las hidroxi(l)apatitas geológicas.

Hidroxi(l)apatitas geológicas. (A) Descripción general y detalle de la región de 800–1100 cm−1 de R130713 (mina Wessels, Provincia del Cabo Norte, Sudáfrica); R100225 (mina Sapo, Minas Gerais, Brasil); y R060180 (Holly Springs, Georgia, EE. UU.). Recuadro: Se observa un pico no identificado (característica etiquetada con x) en ~ 853 cm−1 para RRUFF R130713. HPO42- (características etiquetadas con c y h) está ausente en todas las hidroxi(l)apatitas geológicas. (B) bandas \(\upnu\)1 PO43−, \(\upnu\)2 PO43− y \(\upnu\)4 PO43−.

Es esencial comprender mejor la composición del esmalte para desarrollar estrategias biomiméticas y bioinspiradas para la reparación del esmalte30. Algunos de los enfoques recientes y muy divergentes para reparar el esmalte incluyen estructuras mineralizadas jerárquicas guiadas por orden/trastorno de proteínas31 y cristales de hidroxi(l)apatita cultivados epitaxialmente32. En los sistemas biológicos mineralizados, la presencia de hierro a menudo se asocia con una alta resistencia; un buen ejemplo son los dientes de la lapa común, que se cree que es el biomaterial más fuerte conocido, donde se encuentran cristales filamentosos de Goethetita [α-FeO(OH)] que contienen hierro. ] comprenden la fase de refuerzo33. Asimismo, la presencia de hierro contribuye a las propiedades mecánicas generales del esmalte pigmentado de roedores8. En la musaraña de cola corta del norte (Blarina brevicauda), la pigmentación de hierro no se limita a los incisivos sino que existe como una característica general de las áreas de alto estrés en la mayoría de los dientes34. Curiosamente, la pigmentación férrica del esmalte dental también se ha observado en especies de mamíferos ya a finales del período Cretácico35.

En los roedores, las diferencias en la arquitectura del esmalte entre el esmalte molar no pigmentado, que se forma durante la embriogénesis, y el esmalte incisivo pigmentado, que se forma durante la vida posnatal, se relacionan con el control genético de la diferenciación de ameloblastos que implica distintos mecanismos en estas distintas fases de la vida36. La proteína 7 relacionada con la autofagia (ATG7) es esencial para la secreción de hierro de los ameloblastos37. Además, la deficiencia de hierro conduce a una gran pérdida de pigmentación e hipoplasia/aplasia del esmalte38. Aunque la amelogenina juega un papel fundamental para lograr el hábito cristalino preciso, la matriz enzimática metaloproteinasa-20 previene la oclusión de proteínas dentro de los cristales de apatita39.

El enriquecimiento con Fe del esmalte pigmentado es posible mediante la sustitución parcial de Ca2+ sin cambios importantes en los modos internos de PO43-40, aunque se espera una constricción en los parámetros de la red41. El PIE parece resistir el ataque ácido, que anteriormente se había atribuido a la presencia de ferrihidrita sustituida con Ca2+ y Mg2+8. Sin embargo, en el presente trabajo, la espectroscopía micro-Raman no ha revelado evidencia de óxidos u oxi(hidróxidos) de hierro en PIE42. Y aunque no es sencillo determinar el estado de oxidación del Fe (Fe2+ o Fe3+) a partir de EDX, por sí solo, la estructura cercana al borde con pérdida de energía electrónica (ELNES) de Fe-L2,3 del esmalte pigmentado rico en Fe del roedor Myocaster coypus sugiere un estado predominantemente Fe3+43. Bajo el supuesto de que el Fe ocupa sitios de Ca en el esmalte pigmentado con hierro, la relación Fe/Ca de 0,15 equivale a ~ 13 % de sustitución de Ca y, por lo tanto, ~ 5,15 % de diferencia de masa. Los cálculos ab initio de la sustitución isotópica de 42Ca por 40Ca, que equivale a ~ 5% de diferencia de masa en los sitios de Ca, han revelado que los cambios Raman esperados para modos vibratorios superiores a ~ 600 cm-1 (por ejemplo, \(\nu\)1 PO43-banda) no excede ~ 1 cm-144. Aquí, la espectroscopia Raman de alta resolución revela este cambio muy pequeño en la posición del pico \(\nu\)1 PO43− por primera vez. En el esmalte no pigmentado, el Mg2+ se acumula dentro de las regiones intergranulares de fosfato cálcico amorfo6,45. En comparación con los molares de rata, como se informa aquí, el contenido de Mg en la superficie de los molares humanos es casi el doble en la superficie del esmalte y aumenta progresivamente hacia la unión amelodentinaria46.

Los estudios de espectroscopía infrarroja por transformada de Fourier han sugerido la presencia de ambientes no apatiticos (p. ej., grupos HPO42−) en el esmalte porcino47. Aquí, la espectroscopia Raman de alta resolución confirma la presencia de HPO42- tanto en el esmalte de rata pigmentado como en el no pigmentado. Se cree que HPO42− es una fuente precursora de fosfato para la apatita del esmalte48. Por lo tanto, la detección de niveles más altos de HPO42− en la superficie de PIE (frente a UME) puede ser una función de la edad del tejido, como se ha informado en diferentes etapas de desarrollo del esmalte porcino49. Se ha sugerido que las condiciones ácidas favorecen el rápido crecimiento de hidroxi(l)apatita altamente cristalina al disociar agregados de fosfato de calcio en iones Ca2+ y PO43-, que de otro modo bloquearían el crecimiento de cristales y conducirían a una menor cristalinidad50. Si la mayor cristalinidad y el mayor contenido de HPO42- del PIE (frente a la UME) pueden explicarse por un ambiente más ácido, se debe determinar cómo se regula este pH ácido, por ejemplo, si es impulsado biológicamente. La eliminación de OH- del ambiente local mediante la incorporación a la red de apatita, también más abundante en PIE que en UME, apunta aún más hacia la presencia de condiciones ácidas. Sin embargo, el contenido de OH- del PIE es inferior a los valores del esmalte humano y de jabalí informados por Pasteris y colaboradores27. La anticorrelación entre el contenido de CO32- y la cristalinidad con poca influencia aparente de HPO42- justifica una mayor investigación y plantea la cuestión de si la cristalinidad se correlaciona únicamente con el CO32-.

La contaminación orgánica de la UME en mayor medida que la de la PIE no es sorprendente, ya que este último se pierde continuamente debido al desgaste y es reemplazado por minerales prístinos. El cambio en la proporción 428/450 cm-1 de UME, de ~ 1 (que indica una alta simetría de los grupos PO43-) a 0,85 después de la desproteinización, sugiere una reducción en la simetría y que la UME es más susceptible que el PIE a las alteraciones. La detección de Ca(OH)2 apunta hacia la presencia de CaO, que reacciona fácilmente con la humedad atmosférica51. Finalmente, los aumentos simultáneos en la cristalinidad mineral y el contenido de CO32- del hueso tras la desproteinización son artefactos e implican la pérdida de matriz extracelular recientemente depositada y de mineral poco cristalino en la superficie del hueso52.

En resumen, los contrastes químicos entre el esmalte pigmentado y no pigmentado en roedores, incluido el contenido de HPO42-, el contenido de CO32-, la cristalinidad mineral, reflejan la función del ameloblasto y apuntan hacia supuestas diferencias en las condiciones ambientales locales específicas (por ejemplo, la interacción entre el pH y el HCO3). - sistema tampón53) de la matriz extracelular orgánica y de la actividad metaloproteinasa-20 de la matriz durante la biomineralización del esmalte. Si bien el papel funcional preciso del hierro en el desarrollo dental aún no está claro, la acumulación de hierro en los incisivos de los roedores (y la presencia de hierro en los ameloblastos maduros) está relacionada con la naturaleza en continua erupción de este diente54. Este rasgo característico de los incisivos de roedores también sirve para explicar el mayor contenido de HPO42- de PIE (frente a UME). Por otro lado, el alto contenido de CO32- de la UME se atribuye a la sustitución de tipo B (es decir, CO32- por PO43-) típica de las apatitas biológicas55, y contribuye a una menor cristalinidad junto con el Mg2+56.

Las hemimandíbulas de ratas Sprague Dawley adultas, obtenidas como parte de un estudio no relacionado, se fijaron en formalina tamponada neutra al 10 %, se desgrasaron en acetona (~ 30 min) y se almacenaron en solución salina equilibrada de Hank (Gibco™) a 4 °C. (Figura 7). Los constituyentes orgánicos se eliminaron mediante exposición a NaOCl al 10% (3 h a temperatura ambiente). El experimento fue aprobado por el Comité de Ética Animal local de la Universidad de Gotemburgo (Dnr 5.8.18-12983/2021) y se realizó de acuerdo con las directrices y regulaciones pertinentes.

Flujo de trabajo experimental.

Las imágenes de electrones retrodispersados ​​(BSE) y la espectroscopia de rayos X de dispersión de energía (EDX) se realizaron en un SEM ambiental Quanta 200 (FEI Company, Países Bajos) equipado con un sistema INCA EDX (Oxford Instruments GmbH, Wiesbaden, Alemania) operado a 1 Torr. presión de vapor de agua, voltaje de aceleración de 20 kV, rango de energía espectral de 0 a 10 keV y distancia de trabajo de 10 mm (NaOCl+; 1 punto por muestra, n = 6). Para visualizar los prismas del esmalte, se grabaron hemimandíbulas desproteinizadas con H3PO4 al 85% (90 s a temperatura ambiente) y se recubrieron con pulverización catódica de Au (~ 15 nm de espesor). La obtención de imágenes de electrones secundarios (SE) se realizó en un SEM Ultra 55 FEG (Leo Electron Microscopy Ltd, Reino Unido) operado con un voltaje de aceleración de 5 kV.

La espectroscopia micro-Raman se realizó utilizando un microscopio Raman confocal (Renishaw inVia Qontor) equipado con un láser de 633 nm y tecnología de seguimiento de enfoque LiveTrack™57. El láser se enfocó hacia la superficie PIE (cara labial), UME (cara bucal) y el hueso (rama mandibular) utilizando un objetivo de × 50. La luz dispersada Raman se recopiló utilizando un detector mejorado NIR de agotamiento profundo CCD enfriado por Peltier. Utilizando la rejilla de 2400 g mm-1 (rango de número de onda de 348-1104 cm-1, tamaño de paso de 0,75 ± 0,04 cm-1), se obtuvieron espectros Raman del esmalte (9 puntos por muestra) a 8 s (NaOCl-) o 4 s (NaOCl+) de tiempo de integración y 10 acumulaciones, y del hueso (un punto por muestra) a 10 s (NaOCl-) o 5 s (NaOCl+) de tiempo de integración y 20 acumulaciones. Utilizando la rejilla de 1800 g mm-1 (rango de número de onda de 800–3700 cm-1, modo de escaneo de amplio rango SynchroScan; tamaño de paso de 1,0 ± 0,15 cm-1), se obtuvieron espectros Raman del esmalte (3 puntos por muestra, NaOCl+) a ~ 60 s de tiempo de integración y 10 acumulaciones. La potencia del láser en la muestra fue de ~ 15 mW. La sustracción de fondo y la eliminación de rayos cósmicos se realizaron mediante ajuste de spline inteligente en el software Renishaw WiRE 5.4.

Para el análisis estadístico se utilizó la prueba de rangos con signos de Wilcoxon. Se presentan los valores medios ± desviaciones estándar y los valores de p < 0,05 se consideraron estadísticamente significativos.

Los conjuntos de datos utilizados y/o analizados durante el estudio actual están disponibles del autor correspondiente previa solicitud razonable.

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El autor desea agradecer al Dr. Jennie AMR Kunitake de la Universidad de Cornell, Nueva York, por sus muchos debates inspiradores y fructíferos y al Dr. Nesrin Vurgun de la Universidad de Gotemburgo, Suecia, para revisión de contenidos y edición de idiomas. Se agradece el apoyo financiero de la Sociedad Sueca de Investigación Médica (SSMF), la Fundación IngaBritt y Arne Lundberg, la Fundación Adlerbertska, la Fundación Hjalmar Svensson y la Royal Vetenskaps-och Vitterhets-Samhället en Gotemburgo.

Financiamiento de acceso abierto proporcionado por la Universidad de Gotemburgo.

Departamento de Biomateriales, Academia Sahlgrenska, Universidad de Gotemburgo, Gotemburgo, Suecia

Furqan A. Shah

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FAS diseñó el estudio, realizó los experimentos, analizó los datos y preparó el manuscrito.

Correspondencia a Furqan A. Shah.

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Shah, FA La espectroscopia Raman de alta resolución revela diferencias de composición entre el esmalte de los incisivos pigmentados y el esmalte de los molares no pigmentados en Rattus norvegicus. Representante científico 13, 12301 (2023). https://doi.org/10.1038/s41598-023-38792-5

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Recibido: 24 de febrero de 2023

Aceptado: 14 de julio de 2023

Publicado: 29 de julio de 2023

DOI: https://doi.org/10.1038/s41598-023-38792-5

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